miércoles, 8 de junio de 2016

Cultivo liquido en tubo

CULTIVO LÍQUIDO EN TUBOS (AGUA PEPTONADA)


-PROCEDIMIENTO:
  • Se cogen 300 ml Agua peptonada. Sacar cálculo de cuantos gramos hay que usar:


  300 - X
1000 -25,5

X = 300 x 25,5 / 1000 = 7,65g


  •  Se diluyen en 300ml los 7,65 de agar.


  •  Se calienta en el microondas 2 o 3 veces hasta que llegue a ebullición y removiendo cada vez que se caliente.


  •  Con la pipeta y prepipeta de 5 ml, se coge el agua y se echa en cada tubo (pequeño) y se depositan en una gradilla hasta gastar la disolución. Tapar con tapones y papel aluminio (dentro papel indicativo del grupo y agar).


  •  Si quedara sobrante de la disolución en el erlenmeyer, taparlo con un tapón de gasa y algodón e introducirlo también en el autoclave para su esterilización. (Se esteriliza en el autoclave 20 min.)

Recuento de coliformes totales en placa

RECUENTO DE COLIFORMES FECALES EN PLACA

PRÁCTICA 10


1.- OBJETIVO:

Esta práctica consiste en determinar el número de coliformes fecales que se
encuentran en un cultivo microbiano.


2.- FUNDAMENTOS:

Se basa en la determinación del número de coliformes presentes en una
muestra mediante la siembra de distintos volúmenes del agua problema y una
posterior resiembra en un medio de cultivo selectivo con incubación a
temperaturas adecuadas. Para ello se cultiva la muestra en un medio de Agar
Levine o Agar EMB Levine que es un medio de cultivo usado para el
aislamiento y diferenciación de E.coli, tiene un aspecto purpúreo, aunque
naranja tras su esterilización, es semisólido.

Es un medio selectivo y diferencial, adecuado para el crecimiento de
enterobacterias, que inhibe el crecimiento de bacterias Gram positivas y
permite la diferenciación de bacterias fermentadoras y no fermentadoras de
lactosa, dando lugar a colonias incoloras, las no fermentadoras, y colonias de
color azulado-negro con cierto brillo metálico, las fermentadoras.



3.- MATERIALES Y REACTIVOS:

- 4 tubos de ensayo

- Una gradilla

- Agua destilada estéril

- Muestra de agua

- Mechero

- Micropipeta

- Placas Petri con agar Levine

- Boquillas de la micropipeta estériles

- Pipeta de 10 ml con su pipeteador

- Asa de digralsky



4.- PROCEDIMIENTOS:

En primer lugar tenemos que realizar una serie de diluciones seriadas que
utilizaremos para posteriormente realizar la siembra en placa.
Pondremos 4 tubos de ensayo en una gradilla y echaremos en cada uno de
ellos 9 ml de agua destilada estéril que cogeremos con una pipeta de 10 ml,
esta agua la tendremos preparada previamente.

Vertimos los 9 ml del agua estéril en cada uno de los tubos de ensayo, hasta completar
los 4 que tenemos.
Seguidamente, cogemos con una micropipeta y una punta estéril 1 ml del agua de muestra y la depositamos en el primer tubo. Cogemos con la misma punta sin cambiar otro ml del primer tubo después de haberlo depositado y lo vertimos en el segundo.
Cogemos otro ml del segundo y lo vaciamos en el tercero, así hasta el cuarto.

Una vez que tengamos preparados los tubos, procederemos a realizar la
siembra en las placas Petri. Aquí utilizaremos nuestro mechero bunsen para
mantener buenas condiciones de esterilidad, y utilizaremos 4 placas Petri con
agar Levine para cada uno de los tubos. Una vez que tenemos nuestro
mechero encendido, comenzaremos la siembra.

Cogeremos la micropipeta de 1 ml y una punta estéril  para que
coger 1 ml del tubo 1, iremos echando desde el tubo más
concentrado al tubo menos concentrado en cada una de las placas. Ese mililitro
lo echaremos en la placa Petri e inmediatamente de haberlo echado, lo
repartiremos con el Asa de digralsky, (previo haberlo esterilizado con alcohol
y el mechero bunsen), que es un instrumento que se utiliza para
repartir por toda la placa de forma uniforme toda la muestra.
Este proceso lo realizaremos con las 4 placas. Una vez terminado, rotularemos
cada placa poniendo en cada una de ellas la fecha en la que se ha realizado la
siembra, lo que se está sembrando y en este caso el número del tubo al que
corresponde la muestra.
Dejaremos secar las placas hasta que el líquido se haya absorbido casi en su
totalidad.

Por último, llevaremos las placas a la estufa, que estará a una temperatura de
44º para que puedan proliferar bien los microrganismos.
Después de dejarlas 24 horas aproximadamente, las sacaremos de la
estufa y podremos realizar el recuento de coliformes fecales.
Para hacer el recuento tenemos varias formas, en primer lugar podemos usar
el método del contador de colonias, que es un aparato con luz, un puntero, una lupa y
una pantalla digital, en el que cada vez que pulsas te cuenta una UFC (unidad
formadora de colonia), y también podemos realizarlo a ojo, contando las UFC
de solo una mitad y luego multiplicarlo por dos, o bien dividirlo entre 4,
contar solo 1 y multiplicar por 4 para obtener el número concreto
que hay en la placa.(SOLO SE SUELEN RECONTAR LAS PLACAS PETRI CON UN
CRECIMIENTO DE ENTRE 30 A 300 UFC).



5.- CÁLCULO Y RESULTADOS:

Finalmente utilizaremos una fórmula, para obtener el número de UFC que hay
en una placa.

Nuestros resultados fueron los siguientes:

UFC/ml= 570.10/1= 5700 UFC/ml

domingo, 5 de junio de 2016

Fundamento del microscopio

FUNDAMENTO DEL MICROSCOPIO:

PRÁCTICA 6
SESIÓN 2


1.- OBJETIVO:

Es un aparato de observación microscópica por transparencia el cual usamos

cuando el número de aumentos que necesitamos es superior a 30.

Se utiliza para visualizar microorganismos.

2.- PARTES:

  •  OCULAR: Es de tipo binocular y presenta diferentes aumentos en el

ocular izquierdo para poder ajustarse mejor a cada persona según si

necesitamos gafas o no.

  •  TUBO ÓPTICO: Entre el ocular y el revólver portaobjetos.


  •  COLUMNA: Donde se sitúan los demás objetos del microscopio, está

situado sobre el píe.

  •  REVÓLVER PORTAOBJETOS: Es aquí donde se sitúan los objetivos de

diferentes aumentos.

  •  OBJETIVOS: Nuestro microscopio tiene aumentos de 4 (rojo), 10

(amarillo), 40 (azul) y 100 (blanco). Para saber el número de aumentos

con el que estamos viendo se multiplica el número de aumentos del

ocular por el del objetivo.

  •  PINZAS: Se utilizan para sujetar la muestra, ubicadas en la platina.


  •  PLATINA: Sobre el foco de iluminación y del diafragma, pieza

rectangular con un agujero en medio por el que pasa la luz. Puede

moverse vertical y horizontalmente.

  •  DIAFRAGMA: Entre el puente de iluminación y la platina, nos permite

regular la intensidad de la luz.

  •  PIE: Base del microscopio


3.- MATERIALES UTILIZADOS:


  •  El microscopio.


  •  El portaobjetos


  •  Muestra de agua con previa tinción de gram


  •  Aceite de inmersión
4.- PROCEDIMIENTO:

Se debe empezar con el menor número de aumentos y con una luz tenue para

no lastimarnos los ojos.

Colocamos sobre la platina el portaobjetos con la preparación microscópica

sujetándola con las pinzas.

Los objetivos nunca deben tocar el portaobjetos.

A continuación jugamos con los tornillos macrométrico y micrométrico hasta

enfocar la preparación con la máxima precisión posible.


Aceite de inmersión:

El objetivo de la lente con resolución 100 (blanco), está diseñado para ser

usado con el aceite de inmersión que debe aplicarse entre la lente frontal y el

cubreobjetos .

El uso de este aceite permite enfocar objetos muy pequeños como bacterias ya

que evita que la luz se desvíe concentrándola hacia la muestra con la

formación de una columna entre la lente y el cubreobjetos.

Una vez hemos terminado deberemos limpiar con un trapo suave la lente,

apagar la luz del microscopio y desenchufarlo.


Cuantificación de microorganismos por turbidez

CUANTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS POR TURBIDEZ

PRÁCTICA 7

1.- OBJETIVO:

Número de microorganismos que se encuentran en un agua de muestra mediante nefelometría.



2.- FUNDAMENTO:

El espectrofotómetro es un aparato de uso habitual en cualquier laboratorio de tratamiento de aguas. Mide la densidad óptica, es decir, la absorbancia. Se debe realizar una curva estándar para relacionar los valores de absorbancia con la masa bacteriana en una muestra problema. La cantidad de luz dispersada es proporcional al cociente entre el tamaño de la partícula y la longitud de onda incidente; la sensibilidad de la técnica aumenta a longitudes de onda (λ) cortas. Se mide el número de células que hay, tanto vivas como muertes usando la siguiente tabla:

ESCALA MC FARLAND:


Se preparan tubos con esa cantidad de cloruro de bario y ácido sulfúrico mediante pipeta y prepipetas con el volumen indicado, y se rotulan los tubos.

3.- MATERIALES Y REACTIVOS:

- Espectrofotometro
- Cubetas
- Agua estéril
- Pipetas de diferentes volúmenes
- Prepipetas de varios volúmenes
- Tubos de ensayo con tapón
- Ácido sulfúrico 0,36M
- Cloruro de bario 0,048M
- Agua de muestra sembrada en agua peptona
- Agua de peptona

4.- PROCEDIMIENTO:

Medir la absorbancia de los diferentes tubos que hemos preparado de la escala Mc Farland y presentarlos en una tabla:


Cogemos agua estéril para hacer el blanco del tubo 0.
Utilizamos 4 tubos que nos serán suficientemente representativos para realizar la recta de calibrado.
Sacaremos la siguiente tabla que nos sera útil para los siguientes cálculos.


5.- CÁLCULOS:



La ecuación es: Y=a + bx = 0,0461 + 0,069x
Ahora debemos medir la absorbancia de nuestra muestra para trasladarla a la ecuación.
Para ello debemos hacer un blanco con una cubeta de agua peptonada estéril. Seguidamente ya podemos medir nuestra agua de muestra.

La absorbancia de nuestra agua de muestra a dado como resultado: A= 0,400
Este dato lo sustituimos en la recta por la letra Y. 
Despejamos X y obtenemos el número de células tanto vivas como muertas que se encuentran en nuestra muestra.

6.- RESULTADOS:

Nuestra muestra tiene unas 5,13 · 10^8 Nº de células.





sábado, 4 de junio de 2016

Preparación medios de cultivo

PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO

Práctica 3

OBJETIVO:

Aprender a preparar medios de cultivo para saber su utilidad, composición, tipos de medio que podemos encontrar y que microorganismos crecen en ellos.

Un medio de cultivo nos sirve para separar y aislar microorganismos que tenemos en una muestra, para identificar un microorganismo problema y conocer la evolución de ese microorganismo.


Estudiar colonias en un medio, realizar antibiogramas, pruebas de concentración mínima inhibitoria y conservación de especies.





¿DE QUE SE COMPONE UN MEDIO DE CULTIVO?

Tenemos nutrientes energéticos como las fuentes de carbono (glucosa, lactosa, almidón) o fuentes de nitrógeno que es menos energética pero necesaria (proteínas, peptonas, extractos de carne…)

También los nutrientes no energéticos como el agua (Indispensable para no alterar equilibrio de sales), sales minerales para equilibrio osmótico y aportar micronutrientes, fuentes de azufre (sulfatos, tiosulfatos) y fuentes de fosforo en forma de fosfatos.

Podemos añadir al medio de cultivo agentes solidificantes (Agar, gelatina), tampones para estabilizar el pH, indicadores de pH (rojo neutro, azul de bromotimol, fenolftaleína), agentes reductores para ayudar a la anaerobiosis en el medio.


En otros casos factores de inhibición para evitar el crecimiento de algún tipo de microorganismo (azida sódica para Gram -, Verde Brillante para Gram +, Sales biliares para organismos no entéricos, antibióticos…)






 TIPOS DE MEDIOS: 


Según su consistencia pueden ser:

Si son caldos (sin agar), sólidos (con agar 15-17 gr/L, gelatina o albúmina) o semisólidos (agar 3-5 gr/L).



Su composición: 

Siendo definidos los que se conocen totalmente y complejos los que su composición química exacta no es conocida


Su utilidad:

Para medios generales o comunes, enriquecidos y medios selectivos. Medios diferenciales y medios de transporte y conservación. 





PREPARACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO:


1.-Se pesa la cantidad deseada de medio que queremos hacer (normalmente en el bote pone cuantos gramos son por litro, con una regla de 3 se puede sacar la cantidad si es menos o más de un litro).

2.-Disolver los gramos en agua destilada siguiendo las instrucciones del fabricante.

3.-Se esteriliza el medio en autoclave excepto cuando en el bote te ponga que no se debe hacer como en Slanetz-Bartley.

4.-Una vez esterilizado se pondrá en un tubo (debe ser puesto antes de ser esterilizado en este y podrá ser en medio líquido o agar inclinado, en este caso se deja inclinado cuando se encuentra líquido para que solidifique en esa posición)  o en placa Petri, se esteriliza el medio en una botella o matraz Erlenmeyer y luego cuando se enfríe (45 ºC) se pasa a verter en placas petri, se hace en condiciones de esterilidad con un mechero bunsen y al final se almacena en posición invertida en el frigorífico.



Fundamento del autoclave


FUNDAMENTO DEL AUTOCLAVE

Práctica 4  

OBJETIVO:

La destrucción de toda forma de vida, aniquilando todos los microorganismos, tanto patógenos como no patógenos. Supone el nivel más alto de seguridad en la destrucción de microorganismos o de sus formas de resistencia.



FUNDAMENTO:

Se utiliza el vapor de agua como agente esterilizante.
   -Consta de un tambor cilíndrico en cuyo interior se genera calor gracias a una caldera que contiene agua.
   -Los 2 parámetros importantes son la temperatura, unos 121 °C a 1 atmósfera de presión y el tiempo de unos 20 min.



PROCEDIMIENTO:

1.- Se rellena el autoclave con agua destilada (H20) hasta cubrir los orificios que hay en la parte inferior del depósito. (Comprobar que la válvula del agua se encuentra cerrada)

2.- Se introduce el material que se quiere esterilizar en el interior de una cesta metálica perforada.

3.- Se cierra la puerta girando la manivela en la dirección de las agujas del reloj.

4.- El aparato consta de 2 válvulas que en el momento del encendido deben permanecer la del agua (drain) cerrada y la del vapor (steam) abierta.      

5.- Se pulsa el botón de encendido (verde), y seguidamente el de start/stop en la zona del display.

6.- Al llegar a los 90-100ºC (a los 19 min aprox.) se cierra la válvula del vapor (steam). Se quedaran las 2 válvulas cerradas.

7.- Al llegar a los 121ºC y 1 atm de presión, comenzara una cuenta atrás de 20 min. Al terminar ese tiempo el autoclave pitara y podremos abrir poco a poco la válvula del vapor (stream) para que la presión vaya bajando poco a poco.

8.- La Tª y la presión comenzaran a bajar. Cuando la presión llegue a 0 y la Tª a unos 90-100ºC se gira completamente la válvula del vapor, ya se puede ir abriendo la puerta poco a poco para que el vapor vaya saliendo.


9.- Se saca la cesta con el material esterilizado y se abre la válvula del agua (drain) para desaguarla. El proceso en ese momento habrá finalizado.

miércoles, 2 de marzo de 2016

Volumetrias y valoraciones


VOLUMETRÍAS/VALORACIONES


Consiste en medir el volumen de una disolución de concentración conocida como valorante necesario para reaccionar completamente con el analito (parámetro a analizar).

• TIPOS:

- Volumetría ácido-base.
- Volumetría por formación de complejos (complexiometría).
- Volumetría de oxidación-reducción.
- Volumetría de precipitación. 

• COMO SE LLEVA A CABO:

En una volumetría añadimos lentamente disolución valorante, para lo cual usamos una bureta, a un volumen conocido de la muestra, que estará en un Erlenmeyer.

• CUANDO FINALIZA:

La reacción finaliza cuando la cantidad de valorante añadida sea exactamente la misma que la cantidad de analito que contiene la muestra, en ese momento se alcanza el punto de equivalencia.
Para estimar este punto, utilizamos valorantes que nos permitan observar un cambio físico provocado por la desaparición del analito o el exceso de valorante, esto se conoce como punto final.

Dicho cambio físico puede ser un cambio de color, la aparición 0 desaparición de turbidez, etc… Para lo cual a la muestra se le añadirán indicadores.